近年来，免疫学的突破将免疫疗法推入了对几种肿瘤类型的一线治疗。免疫检查点的发现促进了新型抑制剂（例如，针对PD-1/PD-L1轴和CTLA-4的抗体）的开发，该抗体可以防止肿瘤阻断免疫反应。因此，免疫检查点抑制剂（ICIs）是用于治疗多种肿瘤的一线治疗之一。与此同时，基因工程和细胞免疫学的进步导致了嵌合抗原受体（CAR-T）或自然杀伤者（NK）细胞的产生。CAR-T或NK细胞经过基因工程，可以稳定地表达肿瘤抗原受体，该受体在免疫激活后，会触发细胞毒性反应，并导致肿瘤细胞溶解。CAR T细胞用于治疗血液癌的临床试验显示了有效结果（例如，CAR T细胞在急性淋巴细胞白血病患者中导致80-90%的完全反应，而传统化疗诱导的反应为20-30%）。这些结果导致FDA迅速批准了CAR-T细胞疗法（即Novartis开发的Kymriah®于2017年获得批准）。由于CAR T细胞疗法令人鼓舞的结果，评估免疫疗法的临床试验数量激增（2022年正在招募>1000项临床试验），推动了将血液学癌症免疫治疗的成功推断到实体肿瘤的努力。然而，实体肿瘤对免疫治疗提出了独特的挑战，因为它们可以通过促进增强肿瘤细胞免疫逃避和肿瘤生长的免疫抑制环境来破坏免疫反应。具体来说，癌细胞招募调节性T细胞（Tregs），调节肿瘤抗原表达，诱导T细胞耐受性和/或凋亡，并产生刺激抑制免疫检查点活性的免疫抑制性细胞因子。这种连串事件导致独特且高度免疫抑制的肿瘤微环境（TME），阻碍免疫反应（即免疫逃避）。因此，当免疫细胞从附近的血管招募到肿瘤中并通过3D组织迁移与肿瘤细胞接触时，它们进入血液供应受损的环境，其特征是营养饥饿、缺氧、酸性pH值和废物积累。在肿瘤部位发现的许多细胞类型，包括基质细胞、免疫细胞、成纤维细胞和内皮细胞，也调节了肿瘤微环境（图1）。

MPS创造了空间维度更接近细胞和细胞-组织相互作用期间所发生的环境。由于流体流动的可预测性使得MPSs作为流体或水凝胶-流体屏障的系统，允许在这些设备内生成隔间。这些隔间可用于生成单独的细胞培养室，其中大小、形状、细胞组成和细胞-细胞相互作用可以设计，以满足实验需求并模仿组织结构。正是从这种模仿组织和器官生理学的能力中，衍生出了芯片上器官和微生理系统（MPSs）的概念。MPS可以定义为微观规模的体外平台，它依赖于使用三维（3D）环境（如多细胞球体）、3D基质（如胶原蛋白）或一种或多种细胞类型（如肿瘤细胞）的培养来模拟体内器官生理学的特定特征。复杂的肿瘤微环境在传统的二维体外模型中很难重现，MPS是传统体外模型的替代品，为重构肿瘤的结构和环境特征提供了更好的选择。过去几年使用MPS的研究数量稳步增加，最近的报告探讨了它们在免疫治疗领域的潜在应用（图3）。

Fang等人开发了一种趋化因子/抗PD-L1纳米体融合蛋白，同时针对耗尽的免疫细胞和排除免疫细胞（即靠近肿瘤的免疫细胞，但很少直接接触肿瘤细胞）。作者将PD-L1阻断单域抗体片段与工程趋化因子CCL21分子融合在一起，并评估了这种融合蛋白与黑色素瘤细胞结合对DC迁移的影响（图5a）。接下来，作者在一个成熟的微流体装置（图5b）中培养了3D胶原蛋白水凝胶中的B16-F10黑色素瘤细胞。左右水凝胶侧翼内衬内皮和淋巴内皮细胞，模仿血液和淋巴管（图5c）。显微镜分析显示，与对照细胞的速率相比，用趋化因子/抗PD-L1抗体靶向PD-L1+肿瘤细胞增加了DC向肿瘤细胞的迁移率（图中缩写为TC）（图5e）。这项研究说明了使用MPS来评估增加效应细胞招募并反过来增加抗肿瘤免疫反应的策略效果的潜力。作者提供了MPS模型的有效概念验证，有助于推进我们对DC和巨噬细胞向肿瘤组织迁移的理解，并增强对癌症免疫反应的初始步骤。

APC（例如DC）吃掉抗原后进入周围的淋巴管，并迁移到肿瘤引流淋巴结，这个过程需要多个渗入和渗出。在淋巴结中，抗原被呈现来激活T细胞和B细胞，进而产生有效的抗肿瘤免疫反应。最近，研究人员通过血液和淋巴管研究肿瘤调节，从而在免疫细胞激活和抗肿瘤活性之前调节其迁移性能。正如Ayuso等所报告的那样，PDMS rod85周围的微流体装置中聚合胶原蛋白混合物（图6a）。胶原蛋白聚合后，去除PDMS棒，通过胶原蛋白水凝胶产生空的管状结构，胶原蛋白水凝胶内衬淋巴内皮细胞，形成汇合的单层（图6b）。这种方法使作者能够比较肿瘤调节对血液和淋巴血管的影响（图6c），揭示了肿瘤存在时营养和蛋白质渗透率以及趋化因子分泌的差异（图6d）。这种方法还用于评估使用不同肿瘤类型（例如乳腺癌和头颈癌）时调理的不同效果。未来的研究应侧重于研究这些模型中免疫细胞监测免疫细胞迁移的能力，以优化癌症-免疫周期的早期步骤。

免疫激活级联所需的后续步骤是免疫细胞招募。最近的一项研究利用微流体设备来模拟淋巴对炎症的反应（局部基质细胞释放肿瘤坏死因子α（TNF-α），转化生长因子-β（TGF-β）和白细胞介素），通过体内化学信号导致免疫细胞招募到肿瘤或感染部位。作者使用该设备生成MPS，并研究间质流动在淋巴管免疫细胞招募中的作用（图7a）。人类外周血单核细胞（PBMC）使用重力驱动的流动系统通过设备灌注（在后续章节中更详细地讨论），并通过共聚焦显微镜进行监测（图7b）。作者观察到，与对照条件相比，在炎症条件（TNF-α）下，进入淋巴管腔的迁移和渗出率更高（图7c，d）。

微流体技术非常适合单细胞分析应用。Faley等人设计了一种带有大量微流体陷阱的微设备，用于研究DCs的T细胞激活（图8a-c）。陷阱能够保留单个细胞，跟踪单个细胞的行为（图8d）。作者通过微设备灌输人类早期T细胞，然后用已知的激活信号刺激它们，如化学品（CaCl2，离子霉素），趋化因子（如IL-2）或抗体（抗CD3和抗CD28抗体），证明了该设备监测幼稚T细胞激活的能力，观察到单细胞水平的钙通量的细胞内变化。此外，作者将DC暴露于脂多糖（即通常存在于革兰氏阴性细菌中的分子，这些分子会触发免疫反应），以诱导子突状细胞成熟。成熟的DC诱导了朴素的T细胞激活，作者使用该设备的单细胞分析能力来识别具有更健壮和持续时间激活的克隆（图8e）。虽然这种方法仅限于细菌抗原，但未来的研究可以利用具有特定肿瘤抗原的类似平台来评估特定患者是否会对肿瘤抗原有反应，以及识别和分离那些抗肿瘤反应最强的T细胞克隆用于下游扩张。

Szeto等人制造了一种微设备，包括一系列具有一个或多个6微米约束的并行微通道（图9a）。流动的细胞（如DC、B细胞）通过收缩在细胞膜中产生瞬态孔隙，允许40 kDa右旋糖酐等大分子被输送到细胞质（图9b）。作者通过改变收缩的数量及其长度来探索不同的设计，从而确定最佳参数，以确保最大的输送和细胞活力。随后的实验表明，通过机械交换传递给APC的完整蛋白质和抗原由MHC I类分子正确处理和呈现。在体外，接受基于机械交换的抗原输送的APC成功启动和激活抗原特异性CD8+ T细胞，反过来增加颗粒B、TNF-α、IFN-γ、IL-2或CD137的表达（图9c）。进一步的体内实验表明，在机械化后，APCs诱导小鼠脾脏中的抗原特异性T细胞激活和增殖。基因工程T细胞和NK细胞，特别是嵌合抗原受体证实了这一点。虽然这些技术仍处于概念验证阶段，但随着技术的改进可能会有助于加速实施工程免疫细胞作为临床治疗。

尽管免疫疗法提供了乐观的前景，但实体肿瘤具有各种机制，使其细胞能够逃避抗肿瘤免疫监测。肿瘤细胞可以干扰抗原呈递或免疫系统效应细胞（如T细胞、NK细胞）的激活，以促进自身的增殖。此外，肿瘤细胞可以通过将激活的免疫细胞（如T细胞和NK细胞等效应细胞）招募到肿瘤部位来缓解抗肿瘤反应。成功的免疫细胞招募过程需要特定的可溶性因素以及免疫细胞和血管表面介质之间的物理相互作用。简而言之，一旦白细胞被激活，它们需要到达肿瘤才能发挥其细胞毒性作用。影响免疫治疗成功率的因素之一是免疫细胞到达实体肿瘤的能力。先前的研究表明，实体肿瘤会劫持周围的血管，通过抑制免疫细胞招募和渗透来降低其免疫原性（图10）。

Kim等人评估了Fas配体（FasL）在肿瘤相关内皮细胞中的表达。FasL与靶细胞膜上的受体（Fas，CD95）结合，促进稳态T细胞死亡，防止细胞毒性抗肿瘤活性（图11a）。据报道，TME特异性特征，如缺氧、活性氧（ROS）和肿瘤衍生的细胞因子，有助于FasL对肿瘤内皮细胞的调节。在许多基于微流体学的重现TME的研究中，最近的一项研究利用这项研究来开发免疫细胞招募和肿瘤免疫抑制的MPS。作者使用一种特征良好的微流体设备来生成三维肝肿瘤和血管MPS，以研究肿瘤免疫抑制的机制（图11b）。内皮细胞（HUVECs）嵌入3D纤维蛋白水凝胶和肿瘤细胞（HepG2）在PDMS微流体芯片中，以重现肿瘤对成熟肿瘤微血管网络（MVN）的影响（图11c-e）。缺氧（1.5%O2的缺氧室）（图11f）引发了MVN内皮细胞上FasL的过度表达。接下来，细胞毒性T细胞（Jurkat细胞）被灌注。对该MPS的研究显示，缺氧和肿瘤炎症反过来会增加细胞毒性T细胞凋亡的发生率（通过Fas-FasL相互作用）（图11g）。作者还确定了一种在缺氧条件下上调的细胞因子混合物，这些细胞因子可能负责触发FasL的过度表达：CXCL7、CXCL 1-2-3、TGF-β2、CCL4和LIF。最后，作者确定这种由过度表达的FasL介导的免疫抑制机制被FasL-Fas抑制剂抑制。

Serrano等人进一步研究了细胞因子在MPS免疫补充过程中的作用。具体来说，他们专注于已知在炎症期间推动免疫细胞招募和归巢的成熟趋化途径：（1）CCL21和CCL19，免疫细胞中CCR7受体的激动剂，向淋巴内皮外渗迁移，以及（2）基质和内皮细胞分泌的CXCL12，分别是免疫细胞中CXCR4受体的激动剂（图12c）。他们利用具有3D淋巴管网络和PBMC的MPS来评估这些途径在其系统中PBMC招募中的作用（见图12a见设备，见图12b见模型），其中他们包括间质流（图12d）和评估免疫细胞招募，报告为每个感兴趣区域的PBMC数量（图12e）。作者还评估了促炎因子TNFα治疗后淋巴管细胞自分泌的变化（图12f）。通过用他们的MPS进行迭代抑制剂实验，该团队揭示了两种途径在淋巴管免疫细胞招募中的作用。

在淋巴结中免疫细胞招募和激活后，血液中的免疫细胞到达肿瘤部位，它们通过血管外渗并渗透到固体肿瘤组织中，发挥其细胞毒性抗肿瘤功能（图13a）。免疫检查点封锁（ICB）治疗和CAR T细胞治疗是基于T细胞识别和杀死肿瘤细胞能力的癌症免疫疗法的两个最新例子，尽管这些治疗只对一小部分患者有效。增强T细胞浸润到实体肿瘤组织是癌症免疫治疗的一个主要问题，因为肿瘤和T细胞之间的物理接触是有效的抗肿瘤T细胞细胞毒性所必需的。最近的研究报告称，使用MPS来研究抗肿瘤免疫的晚期步骤。Lee等人报告了其中一项研究，他们制造了一种多层设备来调查肿瘤细胞-血管相互作用及其对T细胞渗出和肿瘤杀伤的影响（图13b）。Lee描述的MPS包括一个顶室、一个覆盖着内皮细胞单层的多孔膜和一个含有肿瘤细胞的胶原蛋白凝胶水凝胶。通过顶部流化室注入的T细胞与内皮细胞发生动态相互作用，包括腔内爬行和内皮迁移。渗出后，T细胞向肿瘤细胞定向迁移，显示出它们检测肿瘤细胞存在的能力。该MPS还能够重提肿瘤细胞-内皮细胞相互作用的其他关键功能影响。首先，TME中的内皮细胞在响应促炎分子（例如TNF-α）时未能激活。作者观察到粘附分子的下调，如细胞间粘附分子1（ICAM-1）和E-选择素（图13c），这与之前的报告一致。此外，在肿瘤共培养条件下（图13c中的缩写为Col-TC）与内皮细胞相互作用的更多T细胞表现出脱离和降低的内皮迁移率。作者将这些观察结果解释为肿瘤细胞引起的内皮细胞性神经元。一种抗VEGF药物逆转了细胞性，该药物也促进了T细胞浸润，与临床观察一致。这些结果突出了所提出的模型在临床前免疫治疗评估和基础肿瘤免疫学研究的效用。

与动物模型及孔板相比，微生理系统具有高通量的特点；微生理系统还可以模仿组织结构，重现肿瘤与免疫细胞相互作用。因此，越来越多的研究人员利用微生理系统来解决生物相关问题，研究免疫逃逸分子机制。体外构建模型技术仍然难以准确地预测患者复杂的免疫反应。尽管微生理系统具有优异的可控性，但是复杂的系统需要大量参数来实现，这大大降低了可控性能。因此，未来需要大量的研究来破译恶性肿瘤的复杂程度，利用微生理系统进行概念验证实验。作者认为现在微生理系统的技术成熟，超越了概念验证实验，可以探索其未来在免疫治疗领域的全部潜力。